Гиндуллина Т. М

Введение в флуоресценцию

Люминесценция - испускание фотонов из электронно-возбужденных состояний - делится на два типа в зависимости от природы основного и возбужденного состояний , В синглетном возбужденном состоянии электрон на энергетически более высокой орбитали и второй электрон на орбитали с более низкой энергией имеют противоположную ориентацию спинов. Гово­рят, что эти электроны спарены *. В триплетном состоянии эти электроны не спарены, т.е. их спины имеют одинаковую ориентацию. При возвращении электрона из возбужденного синглетного состояния в основное ориентация его спина не должна меняться. Изменение ориентации спина необходимо при переходе из триплетного состояния в синглетное основное состояние. Флуоресценция - это испускание, происходящее при возвращении спаренно­го электрона на более низкую орбиталь. Такие переходы квантовомеханически "разрешены", а типичные величины скоростей испускания для них ~10 8 с -1 . Высокие значения скоростей испускания приводят к временам за­тухания флуоресценции~10 -8 с (10 нс). Время жизни - это средний период времени, в течение которого флуорофор находится в возбужденном состоянии. Фосфоресценция - это испускание, происходящее при переходе между состояниями различной мультиплетности **, как правило, из возбужденного триплетного состояния в синглетное основное. Такие переходы не разреше­ны, и константы скорости испускания малы. Типичный диапазон времени затухания фосфоресценции - от миллисекунд до секунд, что главным обра­зом зависит от вклада других процессов дезактивации. В данной книге повсюду мы в первую очередь будем рассматривать более быстрый процесс флуоресценции.

В веществах, проявляющих значительную флуоресценцию, электроны в основном делокализованы и формально расположены на сопряженных двойных связях.

*Правильнее было бы сказать, что спины этих электронов спарены. Спаренны­ми обычно называют электроны, находящиеся на одной и той же орбитали, - Прим. Ред.

** Мультиплетностью состояния называют величину т= 2s + 1, где s - суммар­ный электронный спин данного состояния. Так, для синглетных состояний т= 1 и s = 0, для триплетных - т= 3 и s = 1 - Прим.ред.

РИС. 1.1. Структуры типичных флуоресцирующих соединений.

РИС. 1.2. Спектры поглощения и испускания флуоресценции перилена и хинина (по данным ).

Спектры испускания не могут быть правильно изображены одновременно в шка­ле длин волн и в шкале волновых чисел. В данном случае использовано правильное изображение в шкале волновых чисел. Длины волн приведены для удобства (см. гл. 2).

Единственным заметным исключением является группа элементов, обычно называемых лантаноидами [ 1]. Флуоресценция ионов европия и тербия выз­вана переходами электронов между f -орбиталями, которые экранированы от растворителя более высокими заполненными орбиталями.

Флуоресцентные спектральные данные обычно представляют в виде спектров испускания. Спектр испускания флуоресценции - это зависимость интенсивности флуоресценции от длин волн (в нанометрах) или волновых чисел (в см -1). Два типичных спектра испускания флуоресценции приведены на рис , 1.2. Спектры испускания сильно изменяются и зависят как от хими­ческой структуры флуорофора, так и от растворителя, в котором флуорофор растворен. Спектры некоторых соединений, таких, как перилен, име­ют четкую структуру, обусловленную отдельными колебательными уров­нями энергии основного и возбужденного состояний *. Другие соединения, такие, как хинин, имеют спектры без колебательной структуры.

*Колебательная структура спектров испускания определяется колебательными подуровнями основного, а не возбужденного электронного состояния (подробнее см„ ниже). - Прим.. peд,

Поглощение и испускание света хорошо иллюстрирует диаграмма уров­ней энергии, предложенная Яблонским [ 3], Основное, первое и второе электронные состояния обозначают S 0 , S, и S 2 соответственно (рис. 1.3), Каждый из этих уровней энергии может состоять из множества колебатель­ных энергетических уровней, обозначаемых 0, 1, 2 и т. д. Влияние раство­рителя во внимание не принимается, оно будет подробнее рассмотрено в гл. 7. Переходы между различными электронными уровнями обозначены вертикальными линиями. Такое представление используется , чтобы наглядно показать мгновенную природу поглощения света. Этот процесс происхо­дит примерно за 10 -15 с, время, слишком короткое для заметного смеще­ния ядер (принцип Франка - Кондона).

Энергетическая щель между различными колебательными уровнями энергии видна из спектра испускания перилена (см. рис. 1.2). Отдельные максимумы испускания (а следовательно, и колебательные уровни энергии) отстоят друг от друга примерно на 1500 см -1 . Относительное число мо­лекул перилена, находящихся в колебательных состояниях 0 и 1, описыва­ется распределением Больцмана:

Отношение R числа молекул в двух сос­тояниях с разностью энергий Е дается выражением

R = e -  E/kT (1.1)

где k - константа Больцмана; Т - абсолютная температура, К. При ком­натной температуре 300 К отношение R равно~0,01. Следовательно, боль­шинство молекул будет находиться в самом нижнем колебательном сос­тоянии; именно такие молекулы и поглощают свет.

РИС. 1.3. Диаграмма Яблонского.

За поглощением света обычно следует несколько других процессов. Возбуждение флуорофора, как правило, происходит до некоторого высшего колебательного уровня состояний (S 1 либо S 2). 3а некоторыми редкими ис­ключениями, для молекул в конденсированной фазе характерна быстрая релаксация на самый нижний колебательный уровень состояния S 1 . Этот процесс называется внутренней конверсией и происходит большей частью за 10 -12 с. Поскольку типичные времена затухания флуоресценции близки к 10 -8 с, внутренняя конверсия обычно полностью заканчивается до про­цесса испускания. Следовательно, испускание флуоресценции чаще всего осуществляется из термически равновесного возбужденного состояния. Аналогично поглощению обратный переход электронов на самый нижний электронный уровень также приводит к колебательно возбужденному сос­тоянию (рис. 1.3). Термическое равновесие достигается за время порядка 10 -12 с. Интересным следствием из такого рассмотрения является то, что спектр поглощения молекулы отражает колебательную структуру возбуж­денных электронных состояний, а спектр испускания - колебательную струк­туру основного электронного состояния. В большинстве случаев электрон­ное возбуждение не сильно изменяет расположение колебательных уровней энергии. В результате этого колебательные структуры, проявляющиеся в спектрах поглощения и испускания, сходны.

Молекулы в состоянии S 1 могут также подвергаться конверсии в пер­вое триплетное состояние Т 1. Испускание из Т 1 называемое фосфоресценцией, обычно сдвинуто в сторону больших длин волн (меньших энергий) по сравнению с флуоресценцией. Конверсия из S 1 в Т 1 называется интеркомбинационной конверсией . Переход из Т 1 в основное состояние запрещен, в результате чего константа скорости такого испускания на несколько порядков меньше соответствующей константы для флуоресценции. На ис­пускание флуоресценции могут влиять и другие факторы, не показанные в явном виде на рис. 1.3: влияние растворителей, релаксация растворителя, тушение, а также реакции, происходящие в возбужденных состояниях. Все они будут рассмотрены детально в последующих разделах книги.
1.2 Характеристики испускания флуоресценции

Для явления флуоресценции известно несколько основных характе­ристик. Существуют и исключения, но они редки. Если какая-либо из ниже­ перечисленных характеристик отсутствует у данного флуорофора, можно сделать вывод о некоторых особых свойствах этого соединения,

1.2.1. Стоксов сдвиг

Как правило, всегда наблюдается сдвиг испускания относительно пог­лощения в сторону больших длин волн, т.е. потеря энергии (исключение - атомы в газовой фазе). Это явление впервые наблюдал Стоке в 1852 г. в Кембридже [ 4], используя при этом аппаратуру , принцип действия которой изображен на рис. 1.4. Источником ультрафиолетового возбуждения слу­жил солнечный свет, пропущенный через пластинку из голубого стекла. Пе­ред приемником в качестве желтого фильтра стоял стакан с вином, Флуоресценция хинина лежит в области 450 нм и поэтому хорошо заметна невоору­женным глазом. В настоящее время для определения величины стоксова сдвига используют другие методы.

Потери энергии между возбуждением и испусканием неизменно наблю­даются для флуоресцирующих молекул в растворах. Одной из основных причин возникновения стоксова сдвига является быстрая релаксация на нижний колебательный уровень состояния S 1 . К тому же обычно происходит переход на возбужденные колебательные уровни состояния S 0 (см. рис. 1.3), что приводит к дополнительной потере колебательной энергии.

РИС. 1.4. Схема первой установки для обнаружения стоксова сдвига.

Спектр испускания флуоресценции обычно не зависит от длины волны возбуждения. При возбуждении на высшие электронные и колебательные уровни избыток энергии быстро расходуется, переводя флуорофор на самый нижний колебательный уровень состояния.S 1 . Эта релаксации про­исходит за время порядка 10 -12 с и является, по-видимому, результатом сильного перекрывания множества состояний с примерно равными энергиями. Благодаря такой быстрой релаксации длина волны возбуждения обычно не влияет на спектр испускания. Существуют исключения (например азулен), когда испускание может происходить как из S 2 -, так и из S 1 -состояния. Кроме того, возбуждение на красном крае спектра поглощения часто ве­дет к сдвигу флуоресценции в длинноволновую область. Этот сдвиг обус­ловлен тем, что возбуждение на красном краю спектра избирательно воз­можно для тех флуорофоров , которые наиболее сильно взаимодействуют с растворителем.

Обычно спектр испускания флуоресценции представляет собой зер­кальное отражение спектра поглощения, точнее, того поглощения, которое соответствует переходу изS 0 в S 1. Это особенно наглядно в случае перилена (см. рис. 1.2). Симметричная природа этих спектров определяется тем, что и поглощение, и испускание обусловлены одними и теми же перехода­ми, а также сходством колебательных энергетических уровней состояний S 0 и S 1 . Для многих молекул различное распределение электронов в сос­тояниях S 0 и S 1 существенно не влияет на эти уровни энергии. Согласно принципу Франка - Кондона, все электронные переходы происходят без из­менения межъядерного расстояния. В результате, если данная вероятность перехода (фактор Франка - Кондона) между нулевым и вторым колебатель­ными уровнями максимальна при поглощении, соответствующий переход будет наиболее вероятен также и в испускании (рис. 1.5).

РИС. 1.5. Правило зеркальной симметрии и факторы Франка - Кондона.

Необходимым условием для зеркальной симметрии является представ­ление спектров поглощения и испускания в соответствующих единицах. Наи­лучшая симметрия должна существовать между модифицированными спек­трами (v)/v и F(v)/v 3 , где  (v) - коэффициент поглощения, соответствую­щий волновому числу v, a F(v) - относительный поток фотонов в интерва­ле волновых чисел Δ v [ 5]. Соответствие между такими спектрами обычно наблюдается для полиядерных ароматических углеводородов.

Несмотря на то, что правило зеркальной симметрии часто выполняет­ся, из него существует множество исключений. В качестве примера на рис. 1.6 приведены спектры флуоресценции дифенила. В спектре испуска­ния видна колебательная структура, которая отсутствует в спектре погло­щения. Такое отклонение от правило зеркальной симметрии обычно указы­вает на различное геометрическое расположение ядер в основном и возбужденном состояниях.

РИС. 1.6. Спектры поглощения и испускания дифенила.

Кроме геометрических перегруппировок отклонение от правила зеркальной симметрии могут вызвать также реакции в возбужденных состояниях. Так, например, для фенола и тирозина наблюдается по две полосы испускания, причем длинноволновое испускание более заметно при высоких концентрациях акцепторов протона (см, рис, 11,18). Величина рК а фенольной гидроксильной группы уменьшается от 11 в основном состоянии до 4 в возбужденном состоянии.

РИС. 1.7. Спектры испускания пирена и его эксимера (по данным ).

Относительная интенсивность в максимуме флуоресценции эксимера (470 нм) уменьшается при понижении концентрации пирена от 6x10 - 3 М (верхняя кривая) до 0,9x10 -1 М (нижняя кривая).
Вслед за возбуждением фенольный протон переходит к акцепторам про­тона в растворе. В зависимости от концентрации этих акцепторов в спектре испускания может преобладать флуоресценция либо фенола, либо фенолята. Примечательно то, что, даже несмотря на отсутствие активных групп, мно­гие полиядерные ароматические углеводороды также вступают в реакции в возбужденных состояниях. Так, например, молекулы пирена в возбужденном состоянии объединяются в комплексы , называемые эксимерами (сокращение от excited dimers - возбужденные димеры). Испускание эксимеров смешено в длинноволновую область по сравнению с испусканием мономеров пирена, в нем отсутствует колебательная структура (рис.1.7), Такие полиядерные ароматические углеводороды, как пирен, перилен и антрацен, образуют с ами­нами комплексы с переносом заряда. Комплексы, образующиеся в возбужден­ном состоянии, называют эксиплексами.
1.3. Времена затухания и квантовые выходы флуоресценции

Часто измеряют времена затухания и квантовые выходы флуоресцирую­щих соединений. Смысл этих параметров хорошо виден из модифицированной диаграммы Яблонского (рис. 1.8). На этой диаграмме мы не указываем по­дробно отдельные процессы релаксации, приводящие к релаксированному состоянию S 1 , а обращаем большое внимание на процессы, которые ответст­венны за возвращение в основное состояние. В частности, нас интересует константа скорости излучательной дезактивации флуорофора (Г) и константа скорости безызлучательной дезактивации в состояние S 0 (k).

Квантовый выход флуоресценции - это отношение числа испущенных фотонов к числу поглощенных. Обе константы скорости Г и k соответствуют процессам уменьшения заселенности возбужденного состояния. Доля молекул флуорофора , которые дезактивируются с испусканием, а следовательно, и квантовый выход определяются выражением

Q = Г/(Г+k) (1.2)

Квантовый выход близок к единице в том случае, если константа скорости безызлучательной дезактивации много меньше константы скорости испуска­ния, т. е. k « Г. Заметим, что энергетический выход флуоресценции всегда меньше единицы из-за стоксовых потерь. Для удобства мы сгруппировали все возможные процессы безызлучательной дезактивации в одну константу скорости k.

РИС. 1.8. Модифицированная диаграмма Яблонского.

Время жизни возбужденного состояния определяется как среднее время, в течение которого молекула находилась в возбужденном состоянии до того, как вернуться в основное состояние. Обычно время затухания флуоресцен­ции -10 нс, Для флуорофора, описываемого диаграммой Яблонского (рис. 1.8), время затухания равно

τ = 1/(Г +k) (1.3)

τ 0 = 1/Г (1.4)

Q= τ / τ 0 (1.5)

Квантовый выход и время жизни могут изменяться под действием лю­бых факторов, влияющих на константы скорости. Например, молекула может оказаться неспособной флуоресцировать из-за большой скорости внутренней конверсии либо малой скорости испускания. Сцинтилляторы обычно выбира­ют за их высокие квантовые выходы , которые являются результатом боль­ших значений Г. Им обычно соответствуют короткие времена жизни, поряд­ка 1 нс. Флуоресценция ароматических соединений, содержащих группы N0 2 , обычно слаба, в первую очередь из-за большой величины k. Переход триплет- синглет запрещен по симметрии, и константы скорости спонтанного испус­кания составляют ~10 3 с- 1 или меньше **. Поскольку значения k близки к 10 9 с- 1 , квантовые выходы фосфоресценции малы при комнатной температу­ре. Из уравнения (1.2) можно получить квантовые выходы фосфоресценции, равные 10 -6 .

*Правильнее называть его радиационным (излучательным) временем жизни. - Прим. ред.

**Автор приводит слишком большое значение k для внутримолекулярной безызлучательной дезактивации триплетных состояний, которая встречается редко - лишь для молекул, претерпевающих химические превращения (в частности, изомеризацию). Из-за спинового запрета безызлучательный интеркомбинационный переход Т 1 → S 0 для большинства молекул имеет константы скорости k 1.4. Анизотропия флуоресценции

Флуорофоры преимущественно поглощают те фотоны , электрические век­торы которых направлены параллельно моменту перехода флуорофора. Момент перехода имеет определенную ориентацию в молекуле флуорофора. В изотроп­ных растворах молекулы флуорофоров ориентированы случайным образом. При возбуждении поляризованным светом селективно возбуждаются те моле­кулы флуорофора, для которых дипольный момент перехода при поглощении параллелен электрическому вектору возбуждающего света (см. разд. 5.2.1). Такое селективное возбуждение частично ориентированного набора флуоро­форов (фотоселекция) приводит к частично поляризованному испусканию флу­оресценции. Для каждого флуорофора моменты перехода для поглощения и испускания имеют фиксированную ориентацию, и угол между ними определя­ет максимальную измеряемую анизотропию r 0 , см. уравнение (5.20)]. Ани­зотропия (r) и поляризация (Р) флуоресценции выражаются уравнениями

(1.6), (1.7)

гдегде I || и I ┴ интенсивности флуоресценции вертикально (II) и горизонталь­но (┴) поляризованного испускания в случае возбуждения образца вертикаль­но поляризованным светом. Анизотропия и поляризация - это выражения од­ного и того же явления, поэтому их можно взаимозаменять, используя урав­нения (5.3) и (5.4). Некоторые факторы могут уменьшать измеряемую вели­чину анизотропии до значений ниже максимального. Самый распространен­ный из них - вращательная диффузия, которая происходит за время жизни возбужденного состояния и смещает испускающий диполь флуорофора. Из­мерение этого параметра дает информацию об относительном угловом сме­шении флуорофора в интервале между поглощением и испусканием. Перенос энергии возбуждения между флуорофорами также приводит к уменьшению анизотропии.

Предположим, что единственным существенным процессом, приводящим к уменьшению анизотропии, является вращательная диффузия. Тогда измеряемая анизотропия определится выражением

,

где r 0 - анизотропия, которая должна была бы измеряться в отсутствие вра­щательной диффузии, а φ - время корреляции для процесса диффузии, опре­деляемое как

φ =ηV/kТ (1.9)

где η - вязкость раствора ; k - константа Больцмана; Т - абсолютная темпе­ратура; V -объем вращающегося фрагмента. Рассмотрим белок с молеку­лярной массой 50 000. Поскольку удельный объем белков составляет 0,73 мл/г, можно легко подсчитать, что при 25° С в водном растворе (n = 0,00894 П) ожидаемое время корреляции составляет 13 нc для безводной сферы. Поскольку белки гидрагированы, фактическое время корреляции, по-видимому, должно быть больше. Однако существенным является то, что вре­мена вращательной корреляции для большинства белков сравнимы с типич­ными временами затухания флуоресценции. Поэтому результаты измерения анизотропии флуоресценции зависят от всех факторов, влияющих на скорость вращательной диффузии. По этой причине измерения поляризации флуорес­ценции широко используют для изучения гидродинамических свойств макро­молекул.

1.5. Временная шкала молекулярных процессов в растворе

Флуоресцентная спектроскопия - эффективный метод исследования ди­намических процессов в растворах, представляющих интерес для биологов. Такая возможность связана в первую очередь с временем жизни возбужден­ных состояний. Вследствие принципа Франка - Кондона абсорбционная спек­троскопия может дать информацию только об усредненных характеристиках основного состояния молекул, поглотивших свет. Поскольку только те мо-иекулы растворителя, которые непосредственно соседствуют с поглощающими частицами, будут влиять на их спектр поглощения, абсорбционная спектро­скопия может дать информацию лишь о некоторой средней сольватной оболоч­ке растворителя, соседствующей с хромофором, и не отражает молекуляр­ную динамику.

В противоположность этому параметры флуоресцентной спектроскопии являются чувствительными функциями всех процессов , протекающих за вре­мя жизни возбужденного состояния, причем в этих процессах могут участ­вовать молекулы, находящиеся в момент возбуждения на расстояниях до 100 А от флуорофора. Хотя может показаться, что 10 нс - слишком корот­кий промежуток времени, фактически это большое время по сравнению с временем движения малых молекул в жидком растворе. Вращательная диффу­зия связанных с белками и мембранами флуорофоров также укладывается в этот временной диапазон.

Тушение флуоресценции молекулярным кислородом по механизму стол­кновений является показательным примером размеров пространственного и временного диапазонов, представляемых временем затихания флуоресцен­ции. Если флуорофор, находящийся в возбужденном состоянии, сталкивает­ся с молекулой кислорода, он возвращается в основное состояние без испус­кания фотона. Коэффициент диффузии кислорода в воде при 25°С равен 2,5 10 -3 см 2 /с. Среднее расстояние [(Δх 2) 1/2 ], на которое может диффун­дировать молекула кислорода за 10 -3 с, определяется уравнением Эйнштейна:

Δ x 2 = 2Dτ (1.10)

Расстояние [ (Δх 2) 1/2 ] составляет ~ 70 Å, что сравнимо с толщиной биологи­ческой мембраны или диаметром белка. Для некоторых флуорофоров време­на жизни достигают 400 нc, поэтому можно наблюдать диффузию молекул кислорода на расстояния свыше 450 А. Напротив, измерения поглощения дают сведения лишь о непосредственном окружении флуорофора и, следова­тельно, о мгновенном усредненном окружении.

Влияние молекулярной динамики на спектры флуоресценции также обна­руживается при рассмотрении энергий. Органические молекулы, как правило, поглощают свет в диапазоне длин волн 200 - 500 нм, что соответствует энергиям от 140 до 60 ккал/ моль. Вслед за поглощением у флуорофора из­меняется (обычно возрастает) дипольный момент. Если молекулы растворителя также имеют дипольные моменты, они переориентируются во­круг диполя возбужденного состояния , понижая тем самым его энергию. Этот процесс называется релаксацией растворителя и происходит в жидких растворах за 10 -12 с. Релаксация растворителя может приводить к значи­тельным стоксовым сдвигам. В белках триптофановые остатки поглощают свет с длиной волны 280 нм, а испускают флуоресценцию при -350 нм. Таким образом, за несколько наносекунд, проходящих до процесса испус­кания, расходуется 20 ккал/моль.

В основе любого эксперимента лежат измерение некоторой величины и корреляция полученных результатов с явлением, представляющим интерес для исследователя. Временной диапазон между поглощением света и после­дующим его испусканием достаточен для протекания нескольких процессов, каждый из которых приводит к ослаблению наблюдаемых спектральных ха­рактеристик флуоресценции. К таким процессам относятся столкновения с тушителями, вращательная и поступательная диффузия, образование комп­лексов с растворителями или с растворенными веществами и переориента­ция окружения молекулы в возбужденном состоянии с измененным дипольным моментом. Эти динамические процессы могут влиять на анизотропию флуоресценции, квантовые выходы, времена жизни и спектры испускания. В результате спектральные характеристики флуорофоров могут дать большую информацию о динамических процессах, протекающих за время испускания флуоресценции.

1.6. Флуорофоры

1.6.1 Природные флуорофоры

Из большого числа молекул биологических веществ многие являются природными, или естественными, флуорофорами. Мы кратко суммируем ин­формацию о широко известных флуорофорах , что дает основу для последую­щих глав. Такое конспективное изложение не является исчерпывающим.

БЕЛКИ Триптафан - наиболее интенсивно флуоресцирующая аминокисло­та в белках. Около 90% всей флуоресценции белков обычно обусловлено триптофановыми остатками. "Этот природный флуорофор крайне чувствителен к полярности окружающей среды. Спектральные сдвиги часто являются след­ствием нескольких явлений, среди которых можно выделить связывание лигандов, ассоциацию белок - белок и денатурацию. Кроме того, максиму­мы испускания белков отражают среднюю доступность их триптофановых остатков в водной фазе. Белки поглощают свет вблизи 280 нм, а максимумы спектров флуоресценции лежат в области 320 -350 нм. Времена затухания флуоресценции триптофановых остатков лежат в диапазоне 1-6 нс.

Тирозин интенсивно флуоресцирует в растворе, однако в белках его флу­оресценция значительно слабее. Денатурация белков обычно усиливает ис­пускание тирозина. Как и для фенола, рК а тирозина очень сильно уменьшает­ся при возбуждении, и может происходить ионизация в возбужденном состоя­нии.

нуклеиновые кислоты Нуклеотиды и нуклеиновые кислоты обычно не флуоресцируют. Тем не менее существуют некоторые исключения. tRNA Phe из дрожжей содержит интенсивно флуоресцирующее основание, известное как Y-основание, которое имеет максимум испускания вблизи 470 нм, а вре­мя жизни ~6 нc.

Кофакторы NADH флуоресцирует сильно, и максимумы его поглощения и испускания находятся при 340 и 450 нм соответственно. NAD + не флуорес­цирует. Время затухания флуоресценции NADH в водном буфере составля­ет примерно 0,4 нс. Флуоресцирующей группой является восстановленное никотинамидное кольцо, причем его флуоресценция частично потушена за счет столкновений с остатком аденина. При связывании NADH с белками квантовый выход его флуоресценции увеличивается обычно в четыре раза. Такое увеличение выхода обычно интерпретируют как следствие связывания NADH в вытянутой конформации, что подтверждается изучением дифракции рентгеновских лучей на гидрогеназах.

РИБОФЛАВИН И FAD. Рибофлавин, FMN (флавинмононуклеотид) и FAD (флавинадениндинуклеотид) поглотают свет в видимой области (-450 нм) и испускают в области 515 нм. Типичные времена жизни для FMN и FAD сос­тавляют 4,7 и 2,3 нс соответственно. Как и для NADH, флуоресценция флавина динамически тушится аденином. Далее, FAD также образует комплек-сымссоциаты , в которых флуоресценция флавнна потушена аденином (ста­тическое тушение). Флагопротеины в основном не флуоресцируют, однако опять же существуют исключения.

1.6.2. Искусственные фпуорофоры

Часто естественные флуоресцентные свойства макромолекул не позволя­ют получить из эксперимента желаемую информацию. Так, например, флуо­ресценция белка и даже поляризация этой флуоресценции не отражают явле­ние, которое хотят охарактеризовать количественно, В таком случае выби­рают флуорофоры, которые хотя и являются посторонними по отношению к исследуемой системе, но имеют лучшие спектральные свойства,

ИЗОЦИАНАТЫ И ИЗОТИОЦИАНАТЫ ФЛУОРЕСЦЕИНА И РОДАМИНА. Эти краси­тели широко используют в качестве меток для белков. Меченные флуоресцеином иммуноглобулины - коммерческие реактивы; их часто используют в флуоресцентной микроскопии. Именно эти вещества выбирают из-за вы­соких квантовых выходов и устойчивости к фото обесцвечиванию. Кроме того, благодаря большим длинам волн поглощения и испускания (рис. 1,9) сведена к минимуму проблема фоновой флуоресценции биологических об­разцов и можно избежать применения кварцевой оптики. Изоцианатная или изотиоцианатная группы находятся либо в мета-, либо в параположении по отношению к карбокси-группе (см. рис, l.l). Коммерческие меченые реа­генты представляют собой смесь изомеров. Эти красители реагируют в первую очередь с лизиновым или цистеиновым участком белков. Времена затухания флуоресценции красителей около 4 нс, а их спектры испускания мало чувствительны к полярности растворителя. Эти красители очень под­ходят для количественного определения степени ассоциации небольших ме­ченых молекул с белками на основании изменения поляризации флуоресценции.

ДАНСИЛХЛОРИД. Дансилхлорид (DNS-C1) широко используют в качестве метки для белков (рис. 1.10), особенно в тех случаях, когда проводят изме­рения поляризации. Это вещество давно известно [ 8] и имеет удобное вре-ся жизни флуоресценции (~ 10 нс). На спектр испускания дансильной груп­пы сильно влияет полярность растворителя.

РИС. 1.9. Спектры возбуждения и испускания бычьего γ-глобулина. меченного зотиоцианатом флуоресцеина (по данным [ 7]).

РИС. 1.10. Часто используемые искусственные флуорофоры.

Гидрофобные мембранные зонды. Липиды обычно не флуоресциру­ют. Мембраны часто метят такими зондами, как перилен, 9-винилантраЦен и 1,6-дифенилгексатриен (DРН) (рис. 1.10). Эти зонды нерастворимы в во­де и встраиваются в гидрофобные участки мембран. Незамещенные много­ядерные ароматические углеводороды и DPH малочувствительны к поляр­ности растворителя. Их используют в первую очередь для оценки внутрен­ней вязкости двойных слоев по измерениям поляризации их флуоресценции (разд. 5.7.1). Путем целенаправленного изменения химического строения зонды могут быть локализованы на избранных участках мембраны. Одним из таких примеров является триметиламмониевая соль DPH (ТМA-DPH). Полагают, что заряженный атом азота приводит к локализации ТМА-DPH в области липидно-водной границы мембран [ 14].

Другие зонды, как, например PATMAN (рис. 1.11), очень чувствитель­ны к фазовому состоянию липидных бислоев [ 9]. При температуре перес­тройки мембран спектр испускания PАTМAN сжигается на 40 нм в длинноволновую область: от 425 до 465 нм. По-видимому, этот зонд реагирует на релаксацию мембраны вокруг диполи возбужденного состояния флуорофора (разд. 8.6). Были предложены и другие зонды. Чувствительность к потенциалу мембраны может быть связана с изменением ориентации зонда или его локальной концентрации в мембране , а также с влиянием электри­ческого поля т электронное распределение в зонде [ 11]. И наконец, можно выделить зонды, которые подвергаются реакциям в возбужденном состоянии. В возбужденном состоянии зонд Р 2 -С 3 , может образовывать внутримоле­кулярный эксимер, и доля образовавшихся эксимеров определяет вязкость в их ближайшем окружении.

Нуклеиновые кислоты. При введении этиленового мостика флуорес­ценция АТР и его производных становится более интенсивной [ 12]. Такие производные ε-АТР (рис. 1.11) чувствительны к вязкости растворителя , имеют высокую предельную поляризацию флуоресценции, и времена затухания их флуоресценции близки к 23 нс. Нуклеотидные аналоги активны во многих реакциях, катализируемых ферментами. Кроме того, были синтези­рованы такие аналоги нуклеотидов с вытянутой конформацией, как лин-бен-зо-АМР, Эти аналоги флуоресцируют [ 13] и сохраняют способность к обра­зованию водородных связей не модифицированных нуклеотидов.

Подводя итоги, можно сказать, что флуоресценцией обладают разнооб­разные молекулы и на спектральные свойства флуорофоров влияет целый ряд факторов и процессов. Как следствие этого, флуоресцентные методы полез­ны для изучения свойств растворов и биологических макромолекул.

РИС. 1.11. Часто используемые искусственные флуорофоры.

Люминесценция возникает после поглощения света и представляет собой излучательный переход из электронно-возбужденных состояний в основное состояние. В зависимости от природы основного и возбужденного состояний люминесценцию можно разделить на два типа. Как известно, спины электронов, один из которых находится в основном синглетном состоянии, а второй в возбужденном синглетном состоянии имеют противоположную ориентацию (спины электронов спарены). Переход электрона из возбужденного синглетного состояния в основное синглетное состояние квантовомеханически разрешен, поскольку в этом случае изменение ориентации спина не должно происходить. Иная ситуация наблюдается для триплетного состояния, в котором спин электрона имеет туже ориентацию, что и спин электрона в основном синглетном состоянии. Поэтому при переходе электрона из триплетного состояния в основное синглетное состояние необходимо изменение ориентации спина электрона. А данный процесс квантовомеханически запрещен.

Очевидно, что для этих двух типов переходов электронов должны существенно различаться величины скоростей испускания. Действительно, для квантовомеханически разрешенных синглет-синглетных переходов типичные величины скоростей испускания ~ 108 с-1, что соответствует временам затухания свечения ~ 10-8 с. Данный тип люминесценции и получил называние флуоресценция. Второй тип люминесценции называется фосфоресценцией - и представляет собой испускание, происходящее при переходе между состояниями различной мультиплетности, как правило из возбужденного триплетного состояния в синглетное состояние. Поскольку данные переходы квантовомеханически запрещены, то типичный диапазон времени затухания фосфоресценции колеблется от микросекунд до секунд, что главным образом зависит от вклада других процессов дезактивации энергии электрона в возбужденном состоянии. Таким образом, в зависимости от длительности послесвечения люминесценцию можно разделить на флуоресценцию и фосфоресценцию.

Процессы поглощения и испускания света безотносительно к изменению ядерных координат можно наглядно продемонстрировать с помощью диаграммы Яблонского (см. рис. 1).

Рис. 1. Диаграмма Яблонского, иллюстрирующая энергетические уровни
молекулы и скорости переходов. Прямые линии - радиационные переходы,
волнистые - безызлучательные переходы

Основное синглетное состояние, первое и второе возбужденное синглетные состояния обозначим S0, S1, S2 соответственно. Каждый из этих уровней энергии может состоять из множества колебательных подуровней, а те в свою очередь состоят из множества вращательных подуровней (не показаны на рис. 1).

В соответствии с распределением Больцмана, при комнатной температуре большинство молекул находятся на самом нижнем колебательном уровне основного синглетного состояния S0. Именно такие молекулы преимущественно и будут погло-
щать излучение.

Итак, возбуждение как правило происходит из основного синглетного состояния S0 на различные колебательные уровни возбужденных синглетных состояний Sn (n = 1, 2, …). Переходы между различными подуровнями показаны прямыми линиями. Такое представление используется для того, чтобы показать мгновенную природу поглощения света. Этот процесс происходит за время порядка периода световых колебаний, т.е. примерно за 10-15 с. За это время ядра не претерпевают заметного смещения (принцип Франка - Кондона).

Далее для молекул в конденсированной фазе наиболее вероятным процессом является их переход из возбужденных синглетных состояний на самый нижний колебательный уровень возбужденного состояния S1 за счет быстрых безызлучательных переходов (внутренняя конверсия) за время порядка фемтосекунд. Поскольку типичные времена затухания флуоресценции близки к 10-8 с, то внутренняя конверсия обычно заканчивается до момента акта испускания. Поэтому, испускание флуоресценции чаще всего осуществляется из термически равновесного возбужденного состояния.

Обратный излучательный переход электронов (флуоресценция), аналогично акту поглощения, может происходить на различные колебательные уровни основного синглетного состояния S0 со скоростью Kф. После чего происходит их безызлучательная дезактивация на основной колебательный уровень за времена порядка 10-12 с.

Молекулы в состоянии S1 могут подвергаться и другим переходам. Например, возможен безызлучательный переход (внутренняя конверсия) в состояние S0 со скоростью Kвк, безызлучательная передача энергии соседним молекулам со скоростью Kпэ. Кроме того, молекулы в состоянии S1 могут также подвергаться интеркомбинационной конверсии в первое триплетное состояние Т1 со скоростью Kикк. Далее возможен излучательный переход молекулы из триплетного состояния в основное синглетное (фосфоресценция). Однако, как было сказано ранее такой переход квантовомеханически запрещен, в результате чего константа скорости для фосфоресценции на несколько порядков меньше соответствующей константы для флуоресценции.

Сумма всех кинетических скоростей обратно пропорциональна времени жизни τ возбужденного состояния S1, т.е.:

Отношение представляет собой квантовый выход флуоресценции. На испускание флуоресценции могут влиять и другие факторы, например, тушение люминесценции, влияние растворителя и др.

Е. О. Пучков,
доктор биологических наук, Институт биохимии и физиологии микроорганизмов им. Г. К. Скрябина РАН
«Химия и жизнь» №9, 2014

Сразу две статьи этого номера «Химии и жизни» рассказывают о свечении биообъектов. На фото слева - малощетинковый червь Fridericia heliota , открытый учеными из Красноярского университета. О том, как был исследован его люциферин - вещество, которое при окислении ферментом люциферазой испускает голубоватый свет, - читайте в статье «Огоньки под ногами» . На фото справа - синтетический люциферин фридериции в присутствии АТФ и других необходимых компонентов демонстрирует такое же свечение, как и белковый экстракт червя. Это подтверждает, что структура люциферина установлена верно.

В отличие от флуоресцентных микроскопов, проточные цитометры не дают возможности полюбоваться флуоресцирующими объектами. Их сильная сторона - скорость регистрации сигналов от единичных объектов, например от клеток в суспензии. Обычный коммерчески доступный цитометр работает со скоростью 1000 клеток в секунду, а специализированные высокопроизводительные - до 25 000 клеток в секунду! В стандартном варианте у каждого объекта измеряются от двух до десяти параметров: светорассеяния и флуоресценции одного или нескольких флуорофоров. Таким образом можно получить статистически достоверные результаты по гетерогенности клеточных, в частности микробных, популяций. Существуют также приборы, способные сортировать клетки по определенным параметрам светорассеяния или флуоресценции, чтобы затем изучать субпопуляции с использованием других методов.

...И что из них можно узнать

Итак, все флуоресцентные репортеры имеют специализацию, то есть способны избирательно характеризовать определенные свойства биологической системы. Остановимся вкратце на некоторых категориях «специалистов».

С помощью ряда флуоресцентных репортеров (как правило, органических флуорофоров) можно следить за ферментативным катализом - исследовать динамику ферментативных реакций, их локализацию в клетках, тканях, органах и т. п. Это, например, субстраты с ковалентно присоединенными флуорофорами, которые начинают флуоресцировать только после высвобождения в ходе реакции, или «профлуорофоры», становящиеся флуоресцентными при взаимодействии с продуктом реакции.

Репортеры, сформированные на основе антител - физические комплексы или ковалентные соединения флуорофоров с антителами, - информируют о протекании иммунологических реакций. Флуоресцирующим компонентом может быть любой из известных органических и неорганических флуорофоров, включая квантовые точки. Кроме того, к антителам можно присоединять ферменты, катализирующие реакции с образованием флуоресцирующего продукта. Современные технологии позволяют получить антитела к любому белку (антигену), интересующему исследователя, антитело же с флуоресцентной меткой заставит светиться этот белок или структуру, из него построенную. Например, с помощью флуоресцентных антител выявлены микрофибриллы в фибробластах мышей (см. фото на второй странице обложки).

Очень информативны методы с использованием флуоресцентных белков (ФБ). Мы уже упоминали о том, как полезны методы внедрения в клетку генов гибридных белков, которые заставляют флуоресцировать естественный белок или даже нуклеиновую кислоту. Вдобавок флуоресценция ФБ-содержащих гибридных белков зависит от кислотности среды, что позволяет измерять рН не только внутри клетки, но и внутри отдельных органелл, если такой белок «адресован» в ядро или митохондрию.

Особый интерес вызывает применение ФБ в сочетании с методиками измерения флуоресценции, основанными на безызлучательной передаче энергии. Представьте себе два гибридных белка, один из которых заставляет флуоресцировать другой при сближении. Подобным же образом можно изучать конформационные (структурные) изменения в белках, если присоединить ФБ к разным участкам одной белковой молекулы.

Чувствительность флуоресценции к физическим свойствам микроокружения флуорофоров позволяет использовать некоторых из них в качестве репортеров различных параметров внутриклеточной среды. В их числе, например, вязкость цитоплазмы, внутреннего содержимого органелл, гидрофобного слоя биомембран. Взаимодействие некоторых флуорофоров с биологическими мембранами зависит от разности электрических потенциалов на мембране: с помощью таких репортеров получают сведения о величине мембранного потенциала. Существуют даже репортеры для измерения внутриклеточной температуры!

Не только на глаз

Возможности зрительного анализа ограничены в основном качественной оценкой: «есть свечение - нет свечения». Гораздо больше информации дают количественные характеристики (см. главу «Язык флуоресцентных репортеров»).

Для количественной характеристики флуоресценции используют две методологии. Первая служит для измерения различных характеристик флуоресценции в сравнительно большой (макроскопической) области объекта, что обеспечивает получение усредненных характеристик по объекту: раствору, суспензии коллоидных частиц, клеток, субклеточных частиц и т. п. Вторая ориентирована на единичные микроскопические объекты, в первую очередь клетки и субклеточные частицы.

Измерения интегральной флуоресценции проводят с помощью спектрофлуориметров (флуоресцентных спектрофотометров) и планшетных флуориметров (англ. plate readers ). Спектрофлуориметры-это, как правило, аналитические приборы, на которых можно получить все основные характеристики флуоресценции. Планшетные флуориметры - устройства для анализа большого количества образцов (иногда более тысяч), но лишь по нескольким фиксированным характеристикам, например по интенсивности флуоресценции в определенной спектральной области и/ или по времени жизни флуорофоров в возбужденном состоянии. Большинство методик с использованием планшетных флуориметров основано на иммунологических реакциях или на анализе развития культур клеток в монослоях.

Методология измерений флуоресценции единичных микроскопических объектов также имеет два варианта.

Первый основан на получении цифровых изображений объектов с последующим компьютерным анализом. Второй - на «поштучном» измерении флуоресценции микрообъектов в потоке, при прохождении через узкий капилляр специального прибора - проточного цитометра.

Флуоресцентная микроскопия недавно пережила настоящую революцию: разработаны новые устройства, прежде всего конфокальные микроскопы, в которых возбуждение и регистрация флуоресценции осуществляются через микроскопическое отверстие, отсекающее «лишнее» свечение, которое возникает вне фокуса объектива. Этот «зрачок» сканирует изображение в горизонтальной и/или вертикальной плоскости, сигналы регистрирует фотоумножитель, и после их компьютерной обработки получается пространственное изображение объекта. Такая конструкция позволяет получать более четкие по сравнению со стандартными микроскопами двумерные и трехмерные изображения. Кроме того, на современных конфокальных микроскопах можно проводить измерения параметров затухания флуоресценции.

Еще один тип «революционных» микроскопов функционирует, казалось бы, вопреки основным физическим принципам флуоресценции. Атомы в них возбуждаются светом с длиной волны, большей, чем у флуоресценции, а не меньшей. На самом деле никакие законы физики при работе этих микроскопов не нарушаются, просто при достаточной интенсивности светового потока с большей длиной волны в один и тот же атом одновременно могут попасть два фотона, поглощенная электронами энергия удваивается, и ее оказывается достаточно для возбуждения флуоресценции. Поэтому такие микроскопы называются двухфотонными. А поскольку световой поток максимально сконцентрирован в фокусе объектива, обеспечивается условие высокого разрешения изображений. Двухфотонные микроскопы отличает также способность регистрировать флуоресценцию в образцах на глубине до 1,5 мм и возможность существенно уменьшить неблагоприятное действие возбуждающего излучения как на исследуемые объекты, так и на флуоресцентные репортеры.

Количественную информацию из цифровых изображений извлекают с помощью компьютерных программ анализа изображений. Измеряют интенсивность флуоресценции и ее пространственное распределение, оценивают спектральные характеристики излучения, определяют количество флуоресцирующих частиц, например клеток, характеризуют временные и поляризационные параметры флуоресценции. Специальные аналитические приемы (так называемая флуоресцентная корреляционная спектроскопия) позволяют использовать конфокальную и двухфотонную микроскопию для исследования движения даже единичных флуоресцирующих молекул!

Что высветили в микромире флуоресцентные репортеры

Флуоресцентные репортеры долго и успешно служат во многих, если не во всех областях экспериментальной биологии. Однако есть такие области, где они сыграли ключевую роль.

С использованием флуоресцентных репортеров была экспериментально доказана модель жидкокристаллической структуры всех биологических мембран. Согласно этой модели, при всей ее структурной целостности мембрана достаточно «жидкая», чтобы отдельные ее компоненты могли перемещаться в нужные стороны. Такое представление позволяет понять основные молекулярные механизмы функционирования мембран, а также свойства живых клеток в целом.

В значительной мере благодаря информации от флуоресцентных репортеров прояснились механизмы трансформации энергии в клетках. Особую роль здесь сыграли флуорофоры, позволяющие регистрировать внутриклеточный и внутримитохондриальный рН, а также разность электрических потенциалов на мембранах. С их помощью прежде всего был выявлен механизм сопряжения энергодонорных реакций окисления с энергозатратным синтезом аденозинтрифосфата (АТФ) - универсального поставщика энергии для большинства метаболических процессов. Кроме того, была изучена природа накопления различных веществ в цитоплазме и в клеточных органеллах за счет мембранного электрического потенциала и градиента рН.

Жизнедеятельность клеток обеспечивается совокупностью скоординированных в пространстве и времени биохимических реакций, а за координацию отвечают так называемые сигнальные системы. Основные компоненты этих систем были изолированы и охарактеризованы с помощью методов традиционной биохимии и молекулярной биологии. Однако только подходы, основанные на применении флуоресцентных репортеров, показали напрямую, где пролегают эти пути и как по ним проходят сигналы, - стало возможным в реальном времени следить за взаимодействиями сигнальных белков или оценивать динамику экспрессии генов в отдельно взятой клетке. С помощью флуоресцентных репортеров удалось обнаружить и неизвестные ранее сигнальные компоненты, например выявить роль ионов Са +2 как сигнального посредника во многих регуляторных реакциях.

Во второй половине ХХ века в микробиологии возникла проблема, которую окрестили «великой аномалией учета микроорганизмов с помощью чашек Петри». «Виновниками» оказались флуоресцентные репортеры, два красителя нуклеиновых кислот - акридиновый оранжевый и 4,6-диамидино-2-фенилиндол. Оценить содержание микроорганизмов в природном образце можно, либо подсчитывая колонии, выросшие на чашке Петри (при достаточном разведении «посевного материала» каждую колонию образуют потомки лишь одной клетки), либо напрямую подсчитывая под микроскопом сами микроорганизмы, прокрашенные флуоресцентными красителями нуклеиновых кислот. Так вот, флуоресцентные репортеры всегда выявляли значительно больше микроорганизмов, чем анализ с чашками Петри.

Для объяснения этого противоречия были выдвинуты две гипотезы. Согласно первой, часть клеток, находящихся в состоянии покоя, не размножается на чашках Петри. Согласно второй, условия культивирования (состав среды, температура и др.) не соответствуют потребностям некоторой части популяции. Проверка этих гипотез показала, что возможно и то, и другое. Более того, был дан толчок к формированию двух новых больших направлений исследований. Первое связано с изучением так называемого жизнеспособного, но некультивируемого состояния микроорганизмов. Понятна практическая значимость таких исследований: например, патогены человека в этом состоянии могут быть невидимы для стандартных методов диагностики и более устойчивы к лекарственным препаратам. Второе направление - выявление и изучение микроорганизмов в природных образцах путем прямого анализа их нуклеиновых кислот, без предварительного получения чистых культур, как это делалось раньше. Это направление получило собственное название - метагеномика. Благодаря методам метагеномики (кстати, некоторые из этих методов предполагают использование флуоресцентных репортеров) появилась возможность по-новому увидеть биологическое разнообразие микроорганизмов в отдельных экосистемах и на Земле в целом.

Итак, современные флуоресцентные репортеры - это огромная армия специалистов, и многие из них уже имеют громкую славу в экспериментальной биологии. Их репортажи позволили лучше разглядеть те уголки микромира, куда может заглянуть свет. Однако многие исследователи, работающие в данной области, считают, что все, увиденное нами в свете флуоресценции до сих пор, - это только начало!

поглощение света. Закон Бугера Ламберта, бера

Поглощение света - это явление уменьшения интенсивности света при прохождении его через вещество. Уменьшение интенсивности света происходит в результате того, что энергия света переходит в другие виды энергии: энергию активизации, ионизации молекул, энергию теплового хаотического движения частиц в веществе и др. При прохождении монохроматического света через окрашенные растворы небольшой концентрации (С? 20%) и при условии, что растворитель не поглощает данную длину волны, интенсивность света также убывает по экспоненциальному закону. Закон поглощения света для окрашенных растворов называют законом Бугера-Ламберта-Бера: I= Io* e^- чcd, где С - концентрация раствора; ч - показатель поглощения для раствора единичной концентрации, зависит от природы растворенного вещества и длины волны падающего света.

Спектральные свойства и характеристики хромофоров. Диаграмма Яблонского

Хромофор - молекула, способная поглощать свет определенного диапазона длин волн.

Так, карбонильная группа СО является хромофором, поглощающим в области 280 нм, в то же время кетоны - бесцветные вещества.

Первичными стадиями фотобиофизического процесса являются поглощение света хромофорной группой и образование электронно- возбужденных состояний (ЭВС). При поглощении света молекулы, ионы, атомы, радикалы и другие типы частиц, участвующих в химических превращениях, могут переходить в электронно-возбужденные состояния. В них происходит изменение физических и химических свойств молекул по сравнению с основным состоянием. Меняются дипольный момент, геометрия, распределение электронной плотности, кислотно-основные свойства и т. д., и молекулы в возбужденном состоянии обладают иной реакционной способностью, что проявляется не столько в изменении скорости реакции, сколько в их ином, по сравнению с основным состоянием, направлении. Поглощение и испускание света хорошо иллюстрирует диаграмма уровней энергии, предложенная Яблонским

В основном состоянии все электроны занимают самые низшие электронные уровни и расположены на орбиталях попарно, причем их спины имеют противоположное направление (антипараллельны). Такое состояние молекулы называют синглетным невозбужденным (основным) состоянием и обозначают как S0. Так же обозначают энергетический уровень невозбужденной молекулы

При поглощении света происходит переход одного из электронов на вышележащую орбиталь, но его спин не меняется. Такое состояние молекулы и ее энергетический уровень обозначают как S1 или S2 в зависимости от того, на какой уровень перешел электрон. Это синглетное возбужденное состояние обозначают как S*. Основное, первое и второе электронные состояния обозначают S0, S1, и S2 соответственно. Каждый из этих уровней энергии может состоять из множества колебательных энергетических уровней, обозначаемых 0, 1, 2 и т. д. Влияние растворителя в данной схеме во внимание не принимается. Переходы между различными электронными уровнями обозначены вертикальными линиями. Такое представление используется, чтобы наглядно показать мгновенную природу поглощения света. Этот процесс происходит примерно за 10-15 с - время, слишком короткое для заметного смещения ядер.

Классификация электронных переходов

Диаграмма Яблонского

Физические процессы, протекающие в электронно-возбужденном состоянии молекул, принято представлять в виде диаграммы Яблонского. Основными безызлучательными процессами дезактивации нижнего возбужденного состояния S 1 являются внутренняя конверсия (переход между состояниями одинаковой мультиплетности) и интеркомбинационная конверсия (переход между состояниями разной мультиплетности, например, синглет-триплетный переход S 1 ®T 1 ). Внутренняя конверсия S 1 ®S 0 – сравнительно медленный процесс. Поэтому в возбужденном состоянии S 1 могут наблюдаться процессы спонтанного испускания фотона (спонтанное излучение) и фотохимические реакции. Излучательными процессами являются разрешенная по спину флуоресценция и запрещенная по спину фосфоресценция.

Электронные спектры поглощения в УФ и видимом диапазонах, дают важную информацию о структуре и свойствах электронно-возбужденных состояний молекул. Знание спектра поглощения вещества является обязательным условием фотолюминесцентных и фотохимических исследований. Кратко остановимся на классификации электронных переходов

Электроны в органической молекуле располагаются на молекулярных s-, p- и n -орбиталях. На каждой молекулярной орбитали помещаются два электрона, отличающихся спинами. При возбуждении молекулы светом происходит переход электрона с занятой связывающей орбитали на свободную разрыхляющую орбиталь. Такие переходы обозначают в соответствии с их орбитальной природой: s-s*, n -s*, p-p* и n -p*.

Полосы поглощения, обусловленные переходами s®s* , находятся преимущественно в вакуумной УФ области < 200 нм, где обычные спектрофотометры не применимы.

Переходам n -s* соответствуют полосы поглощения в УФ области. Например, органические соединения, содержащие n -электроны, локализованные на орбиталях гетероатомов, О, N, S, поглощают УФ свет в области около 200 нм.

Переходам p®p* и n ®p* соответствуют полосы поглощения в средней УФ-области. При сопряжении кратных связей полосы, обусловленные этими переходами, смещаются в ближнюю УФ- и видимую область спектра. Переходы n ®p* характерны для соединений, содержащих такие хромофорные группы, как С=О, C=S, N=N; эти переходы часто оказываются запрещенными, и соответствующие им полосы поглощения имеют сравнительно низкую интенсивность.

Эта классификация пригодна в основном для относительно простых молекул. В сложных молекулах определенный вклад в электронный переход могут вносить электроны, находящиеся на орбиталях разного типа.

Значительный интерес представляют электронные переходы с переносом заряда. Если в молекуле имеются электронодонорная и акцепторная группы, и они находятся в p-электронном сопряжении, то переход S 0 ®S 1 может сопровождаться переносом заряда от донора к акцептору по цепи сопряжения, как например, в данном стириловом красителе:

В этом случае говорят об электронном переходе с внутренним переносом заряда . Соответствующие полосы поглощения обычно характеризуются высокой интенсивностью и располагаются в видимой, а иногда и в ближней ИК области.

Для слабосвязанных органических донорно-акцепторных комплексов могут наблюдаться полосы поглощения, относящиеся к электронному переходу с переносом заряда от донора к акцептору через пространство (межмолекулярный перенос заряда ). Такие комплексы часто называют комплексами с переносом заряда. Длинноволновые полосы поглощения таких комплексов имеют сравнительно низкую интенсивность и могут находиться в ближней УФ, видимой и ближней ИК области спектра.

В металлорганической химии различают полосы поглощения, соответствующие переносу заряда от лиганда к металлу (ПЗЛМ ) и от металла к лиганду (ПЗМЛ ).